I. Introduction

Table des matières

Les hormones thyroïdiennes sont produites par les cellules épithéliales de la glande thyroïde (Bocian-Sobkowska et al., 1992; Bocian-Sobkowska et al., 1997; Remy et al., 1980). Elles sont synthétisées par iodation d’un acide aminé, la tyrosine grâce à la thyroïde peroxydase (Sugawara and Hagen, 1982; Gavaret et al., 1981) ( Figure 1).

Les HT ainsi synthétisées sont, soit stockées dans la thyroïde, soit libérées (Taura et al., 1986) dans la circulation sanguine où elles sont prises en charge par des protéines de transport. La grande majorité des HT secrétées est sous forme T4, qui est dite « forme circulante » alors que la T3 est considérée comme la « forme active ». Le principal transporteur des HT est la globuline se liant à la thyroxine (TBG, 75% du transport total des HT), une glycoprotéine de 44KDa synthétisée par le foie. Les deux autres transporteurs sont la transthyreïne et la préalbumine se liant à la thyroxine (Osotimehin and Awotedu, 1981). Ces protéines permettent le maintien d’un taux d’hormones libres constant protégeant ainsi le corps de toute variation abrupte.

Le contrôle de la sécrétion des HT est exercé par un retro-contrôle négatif classique (Shupnik et al., 1989) faisant intervenir l’hormone de stimulation de la thyroïde (TSH) ou thyrotropine synthétisée par l’hypophyse antérieure et l’hormone de libération de la TSH (TRH) produite par l’hypothalamus. Le développement et le fonctionnement de cet axe thyroïdien seront développés dans le prochain chapitre.

La plus importante voie de production de la T3 se fait par déiodation de la T4 par des désiodases (Oppenheimer et al., 1972; Leonard JL, 1986; Engler and Burger, 1984; Berry and Larsen, 1992). Il existe trois types de désiodases, dont le type désiodase I, présent dans le foie, qui est responsable de la production majeure de T3 circulante (Leonard JL, 1986; Larsen and Berry, 1995; Berry and Larsen, 1993; Mandel et al., 1992). Il est la cible spécifique du PTU, drogue utilisée pour diminuer le taux d’HT chez des patients hyperthyroïdiques (Sanders et al., 1997). Le type désiodase II est retrouvé dans le cerveau et l’hypophyse (Leonard JL, 1994). Il est responsable de la production locale de T3, par les astrocytes. Le type désiodase III est retrouvé dans le cerveau (St Germain et al., 1994; Croteau et al., 1995) où il est responsable de la création des formes inactives rT3 et 3,3'-T2, étape clé de la régulation de l’inactivation locale des HT ( Figure 1).

Bien que les HT exercent un effet non nucléaire sur différentes cibles cellulaires leur implication majeure se situe au niveau de la régulation de la transcription de gènes cibles (Sterling, 1991; Ishigaki et al., 1989; Ferreiro et al., 1990) ( Figure 2). Plusieurs études ont montré que l’action des HT est médiée par des récepteurs nucléaires associés à la chromatine et ayant une forte affinité pour les HT (Oppenheimer et al., 1987; Samuels et al., 1988). C’est essentiellement sous la forme T4 que les HT entrent dans la cellule qui, convertie en T3, progresse jusqu’au noyau pour exercer son action. Bien qu’elles soient lipophiles, ce qui leur permet un passage par diffusion simple, les HT sont transportées de façon active à travers la membrane plasmique et nucléaire (Hashizume et al., 1991; Hennemann et al., 1986; Lakshmanan et al., 1990; Osty et al., 1990). La forme T3 qui a la plus grande affinité pour les RT est retrouvée majoritairement associée aux récepteurs. Elle se lie aux RT déjà présents sur le promoteur des gènes cibles lié à l’ADN sur une séquence spécifique : l’élément de réponse aux HT (TRE) (Glass et al., 1987; Umesono et al., 1991). Bien qu’ils puissent se lier sous forme de monomère ou d’homodimère sur l’ADN, ils sont actifs sous forme d’hétérodimères combinés essentiellement au récepteur X rétinoïque (RXR) (Lazar et al., 1991; Kliewer et al., 1992; Zhang et al., 1992). Généralement, les RT non-liés à l’hormone répriment la transcription basale des gènes cibles (Lazar, 1993). La fixation de la T3 va changer la conformation du récepteur permettant l’activation de la transcription. La récente découverte de protéines corégulatrices des récepteurs nucléaires, indique que les RT n’agissent pas seuls dans la transmission du signal mais nécessitent l’intervention de multiples complexes protéiques comprenant des coactivateurs et des corépresseurs (Lee et al., 1995; McKenna et al., 1999). La régulation par les HT peut aussi se manifester par la dégradation des RT par la T3 (Dace et al., 2000).

C’est en 1986 que furent clonés pour la première fois les RT (Sap et al., 1986; Weinberger et al., 1986). Les ADNcs codent pour deux RT différents ayant une forte homologie avec l’oncogène viral V-erbA et les récepteurs stéroïdiens. Ils appartiennent à la superfamille des récepteurs hormonaux nucléaires incluant les récepteurs stéroïdiens, la vitamine D, l’acide rétinoïque ainsi que les récepteurs orphelins de fonctions encore inconnues (Lazar, 1999). Les RT sont des récepteurs de très haute affinité (KD= 2x10-10M pour la T3).

Ils sont codés par deux gènes différents appelé TRα et TRβ ou c-erbAα et c-erbAβ (dûs à leur homologie avec l’oncogène V-erbA ) présent sur les chromosomes 17 et 3 respectivement (Drabkin et al., 1988; Thompson et al., 1987). L’importance de la coexistence de ces deux gènes est justifiée par la présence des deux isoformes génétiques dans de nombreuses espèces comme les amphibiens, le poulet, la souris, le rat et l’humain (Lazar, 1993). Ils sont extrêmement conservés inter-espèces dénotant de leur nécessité dans le développement et le métabolisme normal d’un individu. Chacun d’eux subit un épissage alternatif générant plusieurs ARNms codant pour des protéines ayant des fonctions réceptrices différentes ( Figure 3).

La transcription du gène TRα produit deux ARNs majoritaires de 5 Kb et 2.6 Kb qui sont traduits en TRα1 et TRα2 respectivement (Mitsuhashi et al., 1988). Ces deux protéines se distinguent par leur partie C-terminale qui est indispensable pour la liaison de l’hormone. La protéine TRα2 se différencie de TRα1 par ses 122 derniers acides aminés (Lazar et al., 1988; Nakai et al., 1988). TRα2 lie faiblement le TRE mais est incapable d’une transactivation (Izumo and Mahdavi, 1988; Koenig et al., 1989). En plus de ces deux isoformes majoritaires, on a récemment découvert l’existence de deux protéines tronquées pour les 256 acides aminés N-terminaux, ce qui inclut le domaine de liaison à l’ADN : TRΔα1 et TRΔα2 (Chassande et al., 1997). Ces deux protéines sont donc inaptes à se lier au TRE et à transactiver l’expression génique. La particularité du gène TRα est que le brin opposé est aussi transcrit et traduit en une protéine appelée rev-erbA (Lazar et al., 1989; Miyajima et al., 1989). Cette protéine n’a pas de fonction réceptrice mais se lie au TRE et induit une transrépression (Harding and Lazar, 1995).

L’épissage alternatif de TRβ génère aussi plusieurs protéines dont deux majoritaires: TRβ1 et TRβ2 codées par deux ARNs différents de 6 Kb (Hodin et al., 1989). Toutes deux lient la T3 mais diffèrent par leur région N-terminale, leur conférant des activités transcriptionnelles différentes (Koenig et al., 1988; Lazar, 1993). Récemment, deux autres récepteurs ont été clonés à partir d’une banque génomique de rat: TRβ3 et TR β3 (Williams, 2000). Seul TRβ3 possède un domaine de liaison à l’ADN et exerce une transactivation en présence d’hormone. Nous ne nous attarderons pas sur le descriptif du récepteur TRβ3 en raison du manque de données actuelles disponibles sur ces fonctions.

Le nombre d’acides aminés représentés ici correspond aux isoformes chez le rat. L’homme et la souris possèdent le même nombre d’acides aminés pour chaque isoforme sauf pour la protéine TRβ2 qui ne compte que 475 et 476 acides aminés respectivement. .

Chaque récepteur peut être décomposé de la façon suivante : un domaine A/B N-terminal, un domaine central de liaison à l’ADN, un domaine charnière de localisation nucléaire et un domaine de liaison à l’hormone ( Figure 4).

Le rôle du domaine amino-terminal est encore peu compris. Son homologie avec celui présent chez d’autres récepteurs stéroïdiens, comme le récepteur à l’œstrogène, a suggéré un rôle dans la modulation de la transcription spécifique d’un type cellulaire et/ou d’un gène (Kobayashi et al., 2000).

Des études de cotransfection ont montré l’importance du domaine A/B dans l’activation T3-dépendante récepteur-spécifique et aussi dans la répression basale (Farsetti et al., 1992; Jeannin et al., 1998). Plusieurs critères sont importants pour la modulation de l’activation de la transcription médiée par ce domaine, appelé AF-1. Sa délétion ou sa substitution par celui d’un autre récepteur peut provoquer une variation nette de l’activation de la transcription (Hollenberg et al., 1995b; Tomura et al., 1995; Wilkinson and Towle, 1997). La seule différence entre les récepteurs TRβ1 et TRβ2 se situe dans ce domaine et pourtant leurs activités transcriptionnelles diffèrent. Par exemple, le récepteur TRβ2 a une meilleure régulation négative du gène de la TRH et de la sous-unité α de la TSH que TRβ1 (Langlois et al., 1997; Guissouma et al., 1998). De plus, il semble jouer un rôle dans la liaison des RT avec le facteur de transcription TFIIB, indispensable à l’activation de la transcription, soit en permettant son recrutement, soit en stabilisant sa liaison avec le complexe de transcription basale (Baniahmad et al., 1993, Hadzic et al., 1995). Il a été montré que la phosphorylation module l’activité transcriptionnelle de TRβ1 et TRα1 et un des sites cartographiés se situe dans le domaine A/B (Lin et al., 1992; Sugawara et al., 1994; Ting et al., 1997).

La répression basale peut être instaurée par des RT sous différentes formes (Lazar et al., 1991; Forman et al., 1992). Le domaine A/B semble jouer un rôle prépondérant dans la différence de capacité d’homodimérisation des récepteurs TRβ1 et TRα1 (Wilkinson and Towle, 1997). Son ablation dans le récepteur TRβ1 affecte sa capacité d’homodimérisation et le récepteur TRα1 ne se fixe sur l’ADN que sous forme de monomère (Darling et al., 1993; Zhu et al., 1997). Il joue aussi un rôle prépondérant dans l’inaptitude du récepteur de TRβ2 à réprimer l’expression génique en absence d’hormone (Langlois et al., 1997). Son domaine A/B est le seul à posséder un site de liaison pour les corépresseurs, ainsi qu’un site de liaison pour les coactivateurs (Yang et al., 1999; Oberste-Berghaus et al., 2000). Ces capacités particulières du récepteur TRβ2, dû à son domaine A/B, sont probablement responsables des effets physiologiques spécifiques de ce récepteur et notamment de son implication dans le contrôle de la régulation négative de l’axe hypothalamus-hypophyse-thyroïde par les HT (Abel et al., 2001).

Le domaine C est responsable de la liaison des RT sur les promoteurs des gènes cibles. Ils se fixent sur une séquence consensus de six nucléotides ((A/G)GGT(C/A/G)A) appelé demi-site TRE. Chaque promoteur comprend au moins deux demi-sites en position différente (répétition inversée, directe ou renversée) espacés de un à six nucléotides. Ce domaine est formé de deux structures en doigts de zinc très conservées et dont l’intégrité est indispensable à la liaison aux TREs (Yen et al., 1995; Rastinejad et al., 1995). Le premier doigt de zinc contient une séquence en acides aminés appelée « boîte P» qui interagit directement sur le demi-site TRE (Schwabe et al., 1993; Rastinejad et al., 1995). Cette boîte est responsable de la spécificité pour un type de TRE de la part de chaque récepteur (Danielsen, M., 1989; Umesono and Evans, 1989; Nelson et al., 1994).

Une deuxième boîte, appelée « boîte A», est située juste après le deuxième doigt de zinc et se lie sur l’ADN en amont du demi-site TRE (Katz and Koenig, 1994). Elle permet d’augmenter l’affinité du monomère pour le TRE. Deux autres régions, la «boîte T» et la «boîte D», créent un site de dimèrisation pour le RXR et permettent la reconnaissance de l’espacement entre les demi-sites TREs (Glass, 1994; Zechel et al., 1994a; Zechel et al., 1994b; Perlmann et al., 1996). La boîte T est placée entre le deuxième doigt de zinc et la boîte A et la boîte D se trouve sur le deuxième doigt de zinc.

Le domaine de liaison à l’hormone ou domaine E est multi-fonctionnel : il permet la dimérisation, la transactivation hormone-dépendante, la répression basale et la liaison aux corépresseurs et coactivateurs. Il y a 82% d’homologie entre les domaines E des récepteurs TRα1 et TRβ1. Les structures cristallines de ces deux récepteurs ont permis de mettre en évidence plusieurs régions essentielles à leur fonctionnement (Ribeiro et al., 1998).

La T3 vient se loger dans une poche hydrophobe, localisée dans l’extrémité C-terminale, ce qui modifie la conformation du récepteur. Ce changement est à la base de l’activité transcriptionnelle dépendante de l’hormone. Elle est contrôlée par trois régions différentes (Baniahmad et al., 1995). Ces régions participent aux liaisons du récepteur avec les différents partenaires pour former l’hétérodimère, les coactivateurs et les corépresseurs (Au-Fliegner et al., 1993; Nagaya and Jameson, 1993, Yen et al., 1995, Hao et al., 1994, O'Donnell et al., 1991) ( Figure 4). La T3 augmente l’hétérodimérisation des RT avec RXR, partenaire principal, ainsi que la liaison à l’ADN de cet hétérodimère (Kakizawa et al., 1997). C’est la forme majoritaire retrouvée dans les noyaux tandis que l’homodimère et le monomère sont quasi inexistants. Les sites de liaison aux coactivateurs, cachés en absence d’hormone, deviennent accessibles après le changement de conformation des RT (Wagner et al., 1995). L’un de ces sites est très homologue au motif de fonction d’activation 2 (AF-2) présent chez d’autres récepteurs nucléaires (Barettino et al., 1994; Danielian et al., 1992, Lanz and Rusconi, 1994). Une simple mutation ponctuelle dans ce motif affecte la transactivation seulement en bloquant la liaison des coactivateurs (Tone et al., 1994; Ribeiro et al., 1998). Une partie de ces sites chevauchent ceux des corépresseurs (en dehors du motif AF-2). La présence des corépresseurs sur les RT pourrait empêcher la liaison des coactivateurs en masquant ces sites d’accessibilité.

D’autres molécules que la T3 peuvent se lier aux RT avec la même affinité, comme l’acide 3,5,3’-triiodothyroacétique (Schueler et al., 1990), ou avec une affinité multipliée par 10 à 50 fois, comme le GC-1 et le GC-14, mais uniquement pour le récepteur TRβ1 (Chiellini et al., 1998; Chiellini et al., 2002). Le récepteur TRα1 conserve la même affinité pour ces molécules que pour la T3. L’utilisation de ces molécules peut permettre d’accéder aux fonctions spécifiques du récepteur TRβ1 in vivo .

Plusieurs raisons désignent la forme hétérodimère comme forme active des RT in vivo  ; . 1) L’hétérodimérisation augmente la capacité de liaison des RT sur l’ADN et aussi la transcription T3-dépendante (Yu et al., 1991; Hall et al., 1993; Lee et al., 1994; Butt and Walfish, 1996; Perlmann et al., 1996). 2) La fixation de l’homodimère ou du monomère sur l’ADN est rompue par la T3 alors que la liaison de l’hétérodimère est renforcée (Yen et al., 1992; Andersson et al., 1992; Ribeiro et al., 1992; Miyamoto et al., 1993). 3) La forme homodimère est quasi inexistante, seules les formes monomère et hétérodimère coexistent dans les noyaux cellulaires (Lazar et al., 1991; Yen et al., 1994). Bien qu’ils s’hétérodimérisent avec d’autres récepteurs nucléaires comme RAR, PPAR, COUP-TF ou VDR, leur partenaire principal est RXR (Lazar and Berrodin, 1990; Sugawara et al., 1993; Ribeiro et al., 1994; Cheng, 2000). Il existe trois isoformes de ce récepteur, toutes sont capables de se lier aux RT : RXRα, β et γ. Les partenaires minoritaires pourraient jouer un rôle dans la spécificité tissulaire et génétique des RT en réponse à la T3, comme par exemple COUP-TF qui n’est exprimé que dans les cellules de Purkinje dans le cervelet. En absence d’hormone, un complexe multiprotéique est associé aux RT et provoque une répression de la transcription des gènes cibles. Les RT n’agissent pas seuls non plus pour activer la transcription ; ils sont associés à un autre complexe constitué des protéines associées aux RT (TRAPs), (Murray and Towle, 1989; Burnside et al., 1990). Les TRAPs sont constituées de facteurs, découverts récemment, ayant des activités d’acétylation sur un substrat particulier : les histones. Le changement de la condensation de la chromatine est à la base de l’action des RT sur la transcription dépendante de la T3. Ces facteurs sont les coactivateurs de la transcription (pour revues voir Zhang and Lazar, 2000; Cheng, 2000 et Aranda and Pascual, 2001).

Un autre mécanisme module la transactivation des TR. Lin a rapporté que TRβ1 est une protéine phosphorylée in vivo sur plusieurs sites et particulièrement sur des résidus sérines (Lin et al., 1992; Ting and Cheng, 1997). Cette phosphorylation est fortement augmentée par la T3 ce qui renforce sa liaison au TRE (Bhat et al., 1994). D’autre part, la phosphorylation de TRβ1 accroît sa résistance à la protéolyse (Ting et al., 1997).

En absence d’hormone, les RT répriment la transcription basale des gènes cibles sur-exprimés par l’hormone (Fondell et al., 1993; Baniahmad et al., 1993). Cette action est instaurée par des RT sous forme d’homodimère ou d’hétérodimère. Les deux conformations liées à l’ADN, sont capables de s’associer à TFIIB, facteur de transcription appartenant à la machinerie d’initiation de la transcription, interférant ainsi avec la formation du complexe de transcription de base. Mais l’isolement du corépresseur des récepteurs nucléaires (NcoR), protéine de 270 Kda, a permis de démontrer l’importance de son interaction avec les RT pour induire cette répression basale (Horlein et al., 1995).

Ce corépresseur est formé d’une partie N-terminale comportant trois domaines de répression et une région C-terminale contenant deux domaines d’association aux récepteurs nucléaires (Horlein et al., 1995; Zamir et al., 1996; Damm and Evans, 1993). Il s’associe aux RT par les sites localisés dans la région charnière et le domaine de liaison à l’hormone (Horlein et al., 1995; Chen and Evans, 1995). Un autre corépresseur, l’intermédiaire de répression du récepteur rétinoïque (SMRT ; Chen and Evans, 1995; Sande and Privalsky, 1996), présente une forte homologie de séquence avec NcoR et interagi avec les RT de la même manière, qu’ils soient homodimérisés ou hétérodimérisés (Zamir et al., 1997b; Zhang et al., 1997; Cohen et al., 1998; Yoh and Privalsky, 2001). Cette association suggère que les deux formes de dimérisation pourraient jouer un rôle dans l’action de répression, même si la présence de RXR semble prédominante dans cette action. Ces corépresseurs sont exprimés de façon ubiquitaire dans tous les tissus mais les HT régulent l’expression de l’ARNm du corépresseur NcoR de manière tissus et région spécifique (Misiti et al., 1998; Iannacone et al., 2002).

Les RT activent la transcription des gènes, en absence d’hormone, qui sont sous-régulés par la T3. Les corépresseurs pourraient aussi jouer un rôle dans cette action (Tagami et al., 1997; Tagami et al., 1999).

Les corépresseurs agissent par le biais d’un complexe de corépression (Jepsen and Rosenfeld, 2002) formé de différentes protéines parfois tissus et/ou cellules-spécifiques. Le complexe de base est formé, entre autres des corépresseurs, de la protéine mSin3 et d’histones désacétylases (HDAC) (Alland, 1997; Heinzel et al., 1997). Ces dernières vont condenser la chromatine, rendant les sites de fixation pour le complexe de transcription inaccessibles, réprimant ainsi la transcription génique ( Figure 5). Les corépresseurs sont capables de s’associer à TFIIB et TAFs et pourraient interférer avec la formation du complexe d’initiation de la transcription. La protéine mSiah2, régulateur protéosomal, a été détectée associée à NcoR et n’est exprimée que par les cellules germinales et le système nerveux central(Zhang et al., 1998). L’unique petit corépresseur des récepteurs nucléaires (SUN-CoR) est un autre corépresseur récemment découvert permettant aussi la répression de la transcription (Zamir et al., 1997a). Le complexe de répression est libéré en présence de T3. Le changement de conformation des RT engendre un déplacement du motif AF-2, le départ du complexe de corépression et l’association des coactivateurs (Perissi et al., 1999).

La transactivation T3-dépendante nécessite la présence des protéines associées aux RT (TRAPS) (Fondell et al., 1996; Ito and Roeder, 2001). Ce complexe protéique n’interagit avec les RT qu’en présence d’hormone (Jeyakumar et al., 1997). L’identification des protéines du complexe a mené au premier clonage d’un activateur de la transcription : le coactivateur 1 des récepteurs stéroïdiens (SRC-1) (Onate et al., 1995). D’autres coactivateurs ont été identifiés depuis chez différentes espèces. Le coactivateur TIF-2 (homme)/GRIP-1(souris) (Voegel et al., 1998; Hong et al., 1997), TRAM-1 (homme)/p/CIP (souris) (Takeshita et al., 1997; Torchia et al., 1997) appartiennent comme SRC-1 à la famille des p160, coactivateurs de poids moléculaire de 160 KDa. Tous ces coactivateurs ont une grande similitude de séquence et de fonctions (Voegel et al., 1998) : ils se lient à différents récepteurs et augmentent la transcription hormono-dépendante. Le coactivateur p/CAF est un autre activateur de la transcription des RT mais il n’appartient pas à la famille SRC (Yang et al., 1996) D’autres coactivateurs capables de s’associer aux RT ont été identifiés, tels que TRIP230 (Chang et al., 1997) et p120 (Monden et al., 1997), mais leur rôle n’est pas très clair. Contrairement aux corépresseurs, SRC-1 a une expression tissulaire spécifique. Il est très abondant dans le cerveau et l’hypophyse, et très peu exprimé dans le reste de l’organisme (Misiti et al., 1998). Il semble être un des coactivateurs essentiels au fonctionnement des RT car des souris dépourvues de ce gène présentent un syndrome de RTH (Weiss et al., 1999).

Tous ces coactivateurs sont constitués d’un domaine N-terminal comprenant un site de localisation nucléaire et deux domaines leurs permettant l’homo- ou l’hétérodimérisation. La région centrale contient trois domaines d’association avec des récepteurs nucléaires, ou boîte NR (McInerney et al., 1998). Le domaine C-terminal contient deux domaines d’activation et le domaine d’activité histone acétyltransférase (HAT). Ces coactivateurs agissent, tout comme les corépresseurs, par l’intermédiaire d’un complexe multiprotéique. Certaines protéines du complexe, essentielles à l’action d’activation, sont appelées cointégrateurs. Les plus importantes sont les protéines CBP et p300 (Kwok et al., 1994). Elles s’associent au récepteur par son domaine AF-2 uniquement lorsque celui-ci est lié à l’hormone (Chakravarti et al., 1996). Elles s’associent aussi aux coactivateurs par leurs domaines C-terminal (Torchia et al., 1997; Voegel et al., 1998). Tout comme SRC-1, P300 est très abondant dans le cerveau et quasi inexistant dans le reste du corps (Misiti et al., 1998).

Le complexe de coactivation va décondenser la chromatine, grâce à son activité HAT, rendant les sites de fixation pour le complexe de transcription accessibles ( Figure 5). Le processus complet a été mis en évidence récemment par Sharma en utilisant les cellules GH3 et le promoteur SERCA, positivement régulé (Sharma and Fondell, 2002). Le temps de recrutement des différents complexes mène à un début de la transcription observable seulement au bout de quarante cinq minutes, dans des cultures de cellules GH3.

La répression basale des gènes cibles par les récepteurs thyroïdiens se fait par l’intermédiaire d’un complexe de corépression. Lorsque la T3 se fixe sur le TR, le changement de conformation de ce dernier libère le complexe de corépression et permet l’association avec le complexe d’activation. L’activation de la transcription génique se produit.

Bien que la transactivation soit le mode de fonctionnement des RT le plus connu, ces récepteurs répriment aussi la transcription de certains gènes dépendamment de la T3. Le TRE serait un élément important de cette régulation négative. En effet, les promoteurs des gènes de la TSHβ ( Figure 6)et de la TRH possèdent des TREs d’un type particulier, provoquant une répression de la transcription lorsqu’ils sont associés à des gènes rapporteurs (Bodenner et al., 1991; Carr and Wong, 1994; Hollenberg et al., 1995a). Tagami a supposé que la libération du corépresseur associé aux HDAC, en présence de T3, augmente l’activité de désacétylation et que l’arrivée du coactivateur restreindrait l’accès pour d’autres facteurs de transcription menant à une répression de la transcription. (Tagami et al., 1999). Récemment, le promoteur de l’α-fœtoprotéine a été utilisé pour définir le mécanisme d’action de la transrépression T3-dépendante (Van Reeth et al., 2002). Le même processus d’assemblage et de désassemblage des complexes de corépression et de coactivation se produit, mais l’ouverture de la chromatine mène alors à la répression de la transcription.

Les HT sont reconnues pour agir sur le métabolisme général d’un individu mais aussi du cerveau chez l’adulte. Un dysfonctionnement de la thyroïde entraîne des troubles neurologiques et du comportement comme certains types de dépressions (Bennett AW, 1961 ; Whybrow et al., 1969 ; Henley and Koehnle, 1997 ; Whybrow PC, 2000). Toutes les maladies liées aux HT sont traitables par l’apport ou la diminution de la production de ces hormones. La cause réelle peut être due à un effet direct sur le cerveau ou à un effet indirect par une action sur le système périphérique.

Mais le rôle principal des HT se manifeste surtout sur le développement de plusieurs organes. Les principaux organes cibles sont les os (Allain and McGregor, 1993; Ross, 1994), le cœur (Klein and Ojamaa, 1998), le foie (Oppenheimer et al., 1987; Feng et al., 2000), l’hypophyse (Samuels et al., 1988; Brent et al., 1989) et le cerveau (pour revue voir Legrand, 1982; Oppenheimer and Schwartz, 1997; Thompson and Potter, 2000; Koibuchi and Chin, 2000; Anderson, 2001; Forrest et al., 2002; Smith et al., 2002). L’organe cible qui nous intéresse plus particulièrement est le système nerveux central (SNC) dont les effets des HT seront décrits dans le prochain paragraphe.

Le développement du SNC débute très tôt dans l’embryogenèse mais l’effet des HT durant le premier trimestre chez l’homme est peu clair (pour revue voir Darras et al., 1999; Chan and Kilby, 2000), même si une hypothyroïdie maternelle sévère entraîne un retard du développement du SNC du fœtus. La concentration fœtale d’hormones circulantes durant cette période est très faible, uniquement mesurable dans le cerveau de l’embryon. Ces hormones proviennent de la mère puisque la thyroïde de l’embryon n’entre en fonction que plus tard. De plus la forme inactive rT3 est aussi abondante que la forme active T3. Finalement, les effets reconnus des HT débutent lorsque la glande thyroïde du fœtus entre en fonction, ce qui déclenche une forte augmentation du taux de T4 et de T3 circulante. En effet, elles agissent durant un intervalle de temps défini allant du début du 3eme trimestre de grossesse aux trois premiers mois de vie chez l’homme (correspond aux deux premières semaines de vie chez les rongeurs ; Kodding et al., 1986) (Klein et al., 1972; Dussault et al., 1976a; Illig et al., 1986). On constate d’ailleurs une grande similitude de développement des différentes régions du cerveau entre l’homme et le rongeur, le premier jour de vie du rongeur correspondant à la 20eme semaine de grossesse chez l’homme. En dehors de cette période, le cerveau est réfractaire aux HT. Toute action pour subvenir à un déficit en HT doit être exercée durant cette période (Larsen and Broskin, 1975; Dussault et al., 1976a; Dussault et al., 1976b; Bongers-Schokking et al., 2000). Au-delà de cette limite, les dommages resteront irréversibles. Il est intéressant de constater que l’axe de régulation des HT se met en place en même temps que la fenêtre d’action des HT (pour revue Howdeshell, 2002).

Le contrôle de la sécrétion des HT est exercé par un rétro-contrôle négatif classique (Shupnik et al., 1989) : la TRH de l’hypothalamus stimule la production de la TSH par l’hypophyse, qui stimule à son tour la libération d’HT ( Figure 6). L’augmentation de la concentration en HT dans le sang inhibe à la fois la synthèse de la TRH et de la TSH menant à un arrêt de la sécrétion de T4 et T3. Lorsque la concentration en HT diminue, le signal de rétro-contrôle négatif s’affaiblit et la sécrétion de TRH augmente.

La TRH est critique pour la sécrétion de TSH car la destruction des cellules produisant la TRH, tout comme la mutation de son récepteur, provoque un syndrome d’hypothyroïdie (Jackson, 1982 ; Collu et al., 1997). Elle est synthétisée comme une pré-pro-TRH de 29 KDa dans les noyaux paraventriculaires de l’hypothalamus (Lechan et al., 1986) et subit un processus de maturation complexe, impliquant les prohormones convertases PC1 et PC2, pour devenir le tripeptide TRH (PyroGlu-His-Pro) (Pu et al., 1996; Nillni et al., 1996). Elle est le régulateur positif majeur de l’expression de TSHβ, via un récepteur transmembranaire présent sur les cellules thyréotropes (Straub et al., 1990). Ce récepteur, est couplé à la protéine G (Hinuma et al., 1994) et à la voie d’activation du phosphatidyl-inositol/protéine kinase C (Martin, 1983). Son induction provoque une augmentation de la concentration en calcium dans la cellule par libération des réserves internes du réticulum endoplasmique et par l’augmentation de son entrée (Gershengorn and Thaw, 1985; Brenner-Gati and Gershengorn, 1986). Cet effet est indispensable à l’activation de la transcription du gène TSHβ et surtout à la libération de la TSH (Shupnik et al., 1996).

La TSH est un hétérodimère d’environ 28 KDa constitué de deux sous-unités différentes α et β, liées entre elles de façon non-covalente (Shupnik et al., 1989; Grossmann et al., 1997). La sous-unité α est une protéine de 92 acides aminés commune à d’autres hormones comme l’hormone de stimulation de follicule ou celle de lutéinisation. La sous-unité β est constituée de 118 acides aminés et est spécifique de la TSH. Séparées, ces deux sous-unités n’ont aucune activité biologique. La TSH est une protéine dont la maturation est très complexe. Elle subit de nombreuses glycosilations (Magner, 1990) et sulfatations (Grossmann et al., 1997) cruciales pour le repliement convenable des deux sous-unités afin d’assembler convenablement l’hétérodimère, d’empêcher sa dégradation intracellulaire (Weintraub et al., 1985) et de permettre son activité biologique normale (Amir et al., 1987; Amr et al., 1985). Elle agit par l’intermédiaire de son récepteur, positionné dans la membrane basolatérale des cellules épithéliales de la thyroïde. Le récepteur de la TSH est une protéine transmembranaire d’environ 100KDa qui appartient aussi à la grande famille des récepteurs couplés à la protéine G. Lorsque la TSH vient se fixer sur son récepteur elle active l’AMPc et ses multiples cascades de signalisation ce qui influence les étapes de la synthèse à la libération des HT : la disponibilité de l’iode, l’activité de la thyroïde peroxydase, la libération des hormones et la production de thyroglobuline (Vassart and Dumont, 1992).

L’effet inhibiteur des HT sur la production de TSH passe par la conversion de T4 en T3 (Larsen, 1982). Elles régulent à la fois la synthèse et la libération de TSH. Cet effet est tel que les individus hypothyroïdiques ont un taux circulant de TSH 15 à 20 fois plus important que les individus normaux. Elles exercent une action directe sur la transcription des deux sous-unités et plus fortement sur celle de la sous-unité β (Gurr and Kourides, 1983 ; (Shupnik et al., 1985). La libération de TSH est dépendante des HT; l’administration de T3 à des rats provoque une diminution, dans les 15 premières minutes, du taux de TSH circulante mais le mécanisme de cet effet est encore inconnu (Silva and Larsen, 1977) . La T3 réprime l’augmentation de la concentration en calcium intracellulaire TRH-spécifique qui précède la libération de TSH (Schrey and Larsen, 1981).

Le promoteur de TSHβ possède plusieurs séquences de reconnaissance pour des facteurs de transcription. Un des sites est reconnu par le facteur de transcription AP-1 (Carr and Wong, 1994), dimère formé de c-jun et c-fos ( Figure 7). Ce facteur est capable de concurrencer l’effet négatif des HT sur la transcription (Wondisford et al., 1993) et pourrait être un des modulateurs de la régulation du gène TSHβ par la TRH (Kim et al., 1993). Le promoteur de TSHβ possède aussi trois domaines ayant une forte homologie avec la séquence consensus du facteur de transcription hypophyse-spécifique Pit-1 (Kim et al., 1993). Son inactivation entraîne une diminution de la stimulation de la transcription par la TRH (Steinfelder et al., 1991). Deux séquences présentes sur le promoteur sont similaires aux TRE (Bodenner et al., 1991; Carr and Wong, 1994). De tous les récepteurs thyroïdiens, c’est le récepteur TRβ2 qui a le plus grand effet négatif sur la transcription des deux sous-unités (Langlois et al., 1997). De plus ce récepteur est majoritaire dans les cellules thyréotropes de l’hypophyse antérieure (Hodin et al., 1989). Il semble donc être le candidat spécifique de la régulation négative par les HT sur la transcription directe du gène TSHβ.

Il existe deux sites TRE dans la 1ere région de régulation par la T3 chez la souris et un seul site chez le rat et l’homme. La deuxième région réguler par la T3 contient 3 sites TRE chez les trois espèces. Le site de régulation de AP-1 est colocalisé avec la première région de régulation par T3, impliquant un effet de compétition entre la régulation positive par AP-1 et la régulation négative par la T3.

Le promoteur du gène de la TRH possède, tout comme celui de TSHβ des éléments de régulation négative par les HT (quatre sites de forte homologie avec le demi-site TRE) (Wilber and Xu, 1998; Feng et al., 1994; Dyess et al., 1988). Celles-ci semblent jouer aussi un rôle indirect dans l’action de la TRH sur la synthèse de TSH. Elles inhibent la synthèse du récepteur de la TRH dans les cellules thyréotropes produisant TSHβ (Shupnik et al., 1989) et augmente l’activité de l’ectoenzyme dégradant spécifiquement la TRH (TRH-DE) (Heuer et al., 1998).

Le bon fonctionnement de cet axe est indispensable au maintien d’une concentration stable d’HT circulantes. La moindre altération de l’équilibre de cet axe se répercute sur le métabolisme basal et sur beaucoup de fonctions régulées directement ou indirectement par ces hormones.

Bien que les HT jouent un rôle important dans le métabolisme général du cerveau, notamment dans la régulation de la respiration mitochondriale (Dembri et al., 1983) et l’utilisation du glucose (Chase et al., 1974), son effet majeur se situe dans la mise en place des différentes structures du SNC. Mais cet effet est localisé dans des régions cibles précises et ne touche que certains types de cellules. Néanmoins, le manque d’HT, durant la fenêtre d’action préalablement définie, provoque un sévère traumatisme appelé crétinisme caractérisé par un retard mental profond, une ataxie et une surdité chez les patients atteints (Halpern et al., 1991). La similitude du développement cérébral d’avec l’homme ainsi que la maturation postnatale des régions cibles chez les rongeurs font de ces animaux des outils de choix pour rechercher les effets précis des HT sur le SNC. L’induction de l’hypothyroïdie chez ces animaux a permis de mieux comprendre ces effets, puisque les mêmes anomalies morphologiques et fonctionnelles, observées dans le crétinisme, ont été retrouvées chez ces animaux. On observe globalement un retard de la myélinisation, de la prolifération et de la migration cellulaire, de la synaptogenèse et enfin de la croissance axonale et dendritique (Legrand, 1982).

Plusieurs régions sont touchées par ces altérations dont trois plus particulièrement. Il s’agit du cortex cérébral, de l’hippocampe et du cervelet. La maturation et la différentiation des trois principaux types cellulaires constituant le cerveau, les astrocytes, les oligodendrocytes et certains types de neurones, sont affectées. On note une nette diminution de la taille des corps cellulaires, de la migration et du nombre des cellules granulaires de plusieurs régions du cerveau (hypocampe, cervelet...) vraisemblablement à l’origine de la diminution de la taille globale du cerveau dans l’hypothyroïdie (Rami et al., 1986a; Rami et al., 1986b; Madeira et al., 1991). On observe une diminution de la croissance dendritique et axonale (Calikoglu et al., 1996; Gravel and Hawkes, 1990; Gravel et al., 1990) ainsi qu’une diminution du nombre d’épines dendritiques (impliquées dans la synaptogenèse) dans les cellules pyramidales de l’hippocampe et du cortex visuel et auditif (Ruiz-Marcos et al., 1979) ainsi que dans les cellules granulaires de l’hippocampe (Rami et al., 1986b; Madeira et al., 1992). La densité des fibres de Mossy de l’hippocampe est aussi diminuée ainsi que le nombre de connexions synaptiques, due en grande partie à la diminution du réseau dendritique (Madeira and Paula-Barbosa, 1993). Les cellules granulaires du gyrus denté ont un retard de migration induisant une diminution de leur nombre dans l’hippocampe. Ces altérations sont probablement à l’origine du déficit auditif et de la détérioration des fonctions d’apprentissage et de mémorisation rencontrés dans l’hypothyroïdie (Gould et al., 1991; Whybrow PC, 2000).

Le cervelet est probablement la région la plus sensible aux HT puisque la majorité de son développement est postnatal chez les rongeurs. De plus, la structure simple de son cortex, sa localisation facile à atteindre et le fait que toutes les cellules du cortex expriment l’un ou l’autre des récepteurs thyroïdiens en fait un outil tout désigné pour étudier les effets des HT sur le développement postnatal du SNC. Tout d’abord, c’est une des rares régions du cerveau où la migration de ses cellules (granulaires) persiste jusqu’au 10eme jour postnatal. De plus, la maturation de nombreuses cellules comme les cellules de Bergmann (astrocytes), les cellules de Purkinje (gros neurones) et les cellules granulaires (petits neurones) se poursuivent durant les deux premières semaines de vie ( Figure 8).

Dans l’état d’hypothyroïdie, on observe une altération profonde de la lobulation des hémisphères du cervelet. La phase proliférative des cellules granulaires (Lauder, 1977) est retardée d’une semaine, repoussant ainsi leur passage dans la zone postmitotique et leur migration vers la couche granulaire interne (CGI) (Lauder, 1979; Nicholson and Altman, 1972a; Heisenberg et al., 1992). Ceci engendre une persistance de la couche granulaire externe (CGE) jusqu’au du 20eme jour de vie. La différentiation des cellules granulaires est altérée, induisant une diminution de la croissance axonale. La maturation des cellules de Bergmann est aussi altérée engendrant une augmentation du nombre de ces cellules et un retard de migration des cellules granulaires (Seress et al., 1978; Clos et al., 1980) En effet, ces dernières utilisent les prolongements des astrocytes pour migrer vers la CGI (Gao and Hatten, 1993; Komuro and Rakic, 1998). L’arbre dendritique ainsi que le corps cellulaire des cellules de Purkinje sont atrophiés et le restent même chez l’adulte. Cette atrophie engendre une diminution de l’épaisseur de la couche moléculaire (CM) et une diminution des synapses avec les cellules granulaires (Hajos et al., 1973; Nicholson and Altman, 1972b). Ces connexions sont nécessaires à la survie de ces dernières (Lewis et al., 1976). On observe ainsi dans l’hypothyroïdie une diminution de la synaptogénèse et une augmentation de l’apoptose des cellules granulaires dans la CGI (Nicholson and Altman, 1972b; Xiao and Nikodem, 1998). La myélinisation est aussi affectée dans le cervelet (Clos et al., 1982).

Les cellules granulaires migrent depuis la zone germinative première vers la zone germinative seconde dans la CGE, avant la naissance chez les rongeurs. Les cellules de Purkinje et de Bergmann atteignent leur emplacement terminal prénatalement. Toutes ces cellules terminent leur maturation sous la dépendance des HT.

Les neurones sont très affectés au niveau de leur maturation et différentiation par l’absence d’HT. La majorité des RT du cerveau se trouve dans le noyau des neurones suggérant que les déficits fonctionnels rencontrés dans l’hypothyroïdie soient dus à une altération des propriétés de ces cellules.

À l’heure actuelle, on ne sait toujours pas si seulement une partie des neurones ou tous les neurones répondent à la T3 au cours de leur développement. Les HT jouent un rôle de façon générale sur le développement du processus neuronal qui comprend la migration, la maturation neuronale, la croissance neuritique (dendrite et axone) et la formation de synapses. Beaucoup d’études in vitro , sur des cultures primaires de neurones de différentes régions du cerveau, ont permis de définir plus précisément l’impact des HT sur ce processus. La diminution de la taille des corps cellulaires observée dans l’hypothyroïdie est due à un déficit de la différentiation des neurones (Honegger and Lenoir, 1980 ; Romijn, 1982). Même si la participation des HT dans la prolifération est ambiguë, nous savons qu’elles contribuent fortement à la survie des neurones, en particulier des cellules granulaires du cervelet. La croissance axonale et dendritique, dépendante des HT, est un paramètre essentiel pour la formation du réseau neuronal (Puymirat, 1987; Romijn, 1982). Les HT contrôlent la croissance des axones et dendrites ainsi que leurs ramifications (Puymirat, 1987). Cette croissance nécessite l’intervention de l’appareil microtubulaire. Elles agissent sur les protéines du cytosquelette (Stein et al., 1991b) et les protéines associées aux microtubules (Fellous et al., 1979 ; Lauffenburger and Horwitz, 1996) qui guident, à leur tour, l’assemblage, la plasticité et la stabilité du cytosquelette (Nunez et al., 1991). Elles activent le transport axonal des protéines du cytosquelette et des neurotransmetteurs jusqu’aux terminaisons nerveuses (caceres, 1990 ; Stein et al., 1991a). La synaptogénèse est aussi T3-dépendante (Vincent et al., 1982).

Même si la diminution de la ramification dendritique semble être un des facteurs du défaut de synaptogenèse dans l’hypothyroïdie, d’autres éléments jouent un rôle dans la formation de la synapse et le transfert de l’influx nerveux. La connexion synaptique se produit au niveau des épines dendritiques, et la formation ainsi que le nombre de ces dernières sont régulés par les HT (Ruiz-Marcos et al., 1983). Ces épines permettent la libération de neuromédiateurs (Geppert et al., 1994) impliqués dans le passage de l’influx nerveux.

Les HT agissent sur la production spécifique de certaines enzymes impliquées dans le transfert de messages comme l’acétylcholinestérase et la choline acétyltransférase. Les neurones produisant ces enzymes ont leur nombre (Oh et al., 1991) ainsi que leur développement axonal et dendritique diminués dans l’hypothyroïdie (Gould and Butcher, 1989 ; Garza et al., 1990).

Une petite partie des gènes régulés par les HT dans le SNC ont été découverts actuellement. Peu de voies de signalisation ont été élucidées et seulement une partie des gènes impliqués sont régulés transcriptionnellement de façon directe. Par contre, la plupart de ces gènes ont une expression différentielle au cours du développement du SNC, suggérant un rôle lors de ce développement.

Table 1 : gènes régulés par les HT dans le cerveau.

 

Fonction

Régulation

(+) positive

(-) négative

Expression

Références

 
 
   

+

transcriptionnelle

niveau de protéine

Oligodendrocyte

Perez-Juste and Aranda, 1999

   

-

transcriptionnelle

N2a-TRβ1

Perez-Juste and Aranda, 1999 ; Perez-Juste et al., 2000

   

-

niveau d’ARN

N2a-TRβ1

Perez-Juste and Aranda, 1999

 
   

+

niveau d’ARN

Neurone

Cervelet : cellules granulaires

Muller et al., 1995

 

survie et à la différentiation des cellules granulaires

+

P10-adulte

transcriptionnelle

Neurone

Cervelet : cellules granulaires et cellules de Purkinje

Jones KR, 1994 ; Borghesani et al., 2002; Neveu and Arenas, 1996; Segal et al., 1992; Koibuchi et al., 1999a; Dugich-Djordjevic et al., 1995; Schwartz et al., 1997

 

Récepteur BDNF

-

transcriptionnelle

Neurone

Cervelet : cellules granulaires et cellules de Purkinje

Pombo et al., 2000

 

maturation de l’arborisation des cellules de Purkinje et

survie des cellules granulaires

+

P0-P10

transcriptionnelle

Neurone

Cervelet : cellules granulaires

Lindholm et al., 1993; Rocamora et al., 1993; Alvarez-Dolado et al., 1994 ; Neveu and Arenas, 1996; Lindholm et al., 1997

 

Récepteur de NT-3

+

niveau d’ARN

Neurone

Cervelet : cellules granulaires et cellules de Purkinje

Neveu and Arenas, 1996

   

+

niveau d’ARN

niveau protéine

Neurone

Cervelet : cellules de Purkinje

Koritschoner et al., 2001; Ikeda et al., 2002

 
   

+

P4-P10

Distribution et niveau protéine

Astrocytes-matrice extracellulaire

Siegrist-Kaiser et al., 1990 ; Farwell and Dubord-Tomasetti, 1999a; Farwell and Dubord-Tomasetti, 1999b

 

Même voix de signalisation que reelin

+

niveau protéine

Neurone

Cortex cérébral

Hippocampe

Cervelet 

Alvarez-Dolado et al., 1999

 

Migration neuronale et adhésion cellules

-

transcriptionnelle

Matrice extracellulaire

 Tomasiewicz et al., 1993 ; Iglesias et al., 1996

 

Migration neuronale

+

E18-P5

niveau ARN et niveau protéine

Neurone-matrice extracellulaire

Cortex cérébral

Hippocampe

Cervelet : cellules granulaires matures uniquement

Ringstedt et al., 1998 ; Alvarez-Dolado et al., 1999

 

Adhésion cellulaire, migration et croissance neuritique

-

niveau ARN et niveau protéine

Astrocytes-matrice extra-cellulaire

Alvarez-Dolado et al., 1998

 

 

induit neuritogenèse dans une lignée N2a

+

P5-adulte

niveau ARN

Neurone- astrocyte-oligodendrocyte

Denver et al., 1997 ; Denver et al., 1999

 

survie et à la différentiation des cellules granulaires

+

P10-adulte

transcriptionnelle

Neurone

Cervelet : cellules granulaires et cellules de Purkinje

Jones KR, 1994 ; Borghesani et al., 2002; Neveu and Arenas, 1996; Segal et al., 1992; Koibuchi et al., 1999a; Dugich-Djordjevic et al., 1995; Schwartz et al., 1997

 

Récepteur BDNF

-

transcriptionnelle

Neurone

Cervelet : cellules granulaires et cellules de Purkinje

Pombo et al., 2000

 

Croissance dendritique

Ramification

+

distribution de la protéine

Neurone-dendrites

Cervelet : cellules de Purkinje

Bernhardt and Matus, 1984; Silva and Rudas, 1990; Diez-Guerra and Avila, 1995 ; Audesirk et al., 1997 ; Teng et al., 2001

 

Élongation neuritique

+

niveau protéine

Neurone

Cervelet : cellules granulaires et cellules de Purkinje

Figueiredo et al., 1993; Walker et al., 1982 ; Alvarez-Dolado et al., 1994

 

maturation de l’arborisation des cellules de Purkinje et

survie des cellules granulaires

+

P0-P10

transcriptionnelle

Neurone

Cervelet : cellules granulaires

Lindholm et al., 1993; Rocamora et al., 1993; Alvarez-Dolado et al., 1994 ; Neveu and Arenas, 1996; Lindholm et al., 1997

 

Récepteur de NT-3

+

niveau d’ARN

Neurone

Cervelet : cellules granulaires et cellules de Purkinje

Neveu and Arenas, 1996

 

Croissance axonale

Ramification

+

épissage alternatif et niveau protéine

Neurone-axone

Cervelet : cellules granulaires

Binder et al., 1985 ; caceres, 1990 ; Aniello et al., 1991a ; Stein et al., 1991a ; Heisenberg et al., 1992 ;Brandt, 1996 ; Billingsley and Kincaid, 1997 ; Paglini et al., 2000

 

Croissance et axonale et ramification dendritique

-

transcriptionnelle

Neurone

Chaudhury and Sarkar, 1983 ; Aniello et al., 1991b

 
 

AchE : Hydrolyse de l’acétylcholine

+

stabilisation de l’ARNm

activité enzymatique

Neurone-vésicules synaptiques

Patel et al., 1987 ; Garza et al., 1988 ; Virgili et al., 1991; Puymirat et al., 1995

 

ChAT : formation de l’acétylcholine

+

stabilisation de l’ARNm

activité enzymatique

Neurone-vésicules synaptiques

Patel et al., 1987 ; Garza et al., 1988 ; Virgili et al., 1991; Puymirat et al., 1995

 

dépolarisation de la membrane synaptique

+

P0-P5

transcriptionnelle

Neurone

Ghorbel et al., 1999

 

régulerait le niveau de calmoduline libre

+

P10-adulte

transcriptionnelle

Neurone-épines dendritiques

Cortex cérébral

Hippocampe

Striatum

Munoz et al., 1991 ; Iniguez et al., 1993 ; Martinez de Arrieta et al., 1999 

 

libération de neuromédiateurs

+

p5-adulte

niveau d’ARN

niveau protéine

Neurone-vésicules synaptiques

Cortex cérébral

hippocampe

Cervelet : cellules granulaires matures

Geppert et al., 1994 ; Thompson, 1996 ; Potter et al., 2001 ; Vara et al., 2002

 
   

+

P5-P15

transcriptionnelle

Oligodendrocyte

Farsetti et al., 1991 ; Rodriguez-Pena et al., 1993; Figueiredo et al., 1993

   

+

niveau d’ARN

Oligodendrocyte

Munoz et al., 1991

   

+

niveau protéine

Oligodendrocyte

Rodriguez-Pena et al., 1993

 
 
 

Conversion de T4 en T3

-

transcriptionnelle

astrocytes

Larsen and Berry, 1995

 

Augmente la production et la libération de TSH

-

transcriptionnelle

fonctionnelle

Neurone

Hypothalamus : noyaux paraventriculaire

Dyess et al., 1988; Feng et al., 1994; Collu et al., 1997

 
 

Modulation de l’activation développement-spécifique de la transcription par les HT

+

niveau d’ARN

Neurone

Cervelet : noyau des cellules de Purkinje

Anderson et al., 1998

 

phosphorylation d’autres facteurs de transcription

+

niveau protéine

Neurone

Krebs and Honegger, 1996; Krebs et al., 1996; Kuno-Murata et al., 2000

 

interaction avec les RT

+

P10-P30

niveau d’ARN

Neurone

Cervelet : cellules de Purkinje

Koibuchi and Chin, 1998; Koibuchi et al., 1999b

 

interaction avec les RT

+

P5-P25

niveau d’ARN

Neurone

Cervelet : cellules granulaires matures (IGL)

Thompson, 1996

 
   

+

transcriptionnelle

Neurone

Cervelet : cellules de Purkinje

Strait et al., 1992

   

+

P5-P20

transcriptionnelle

Cervelet : cellules de Purkinje

Zou et al., 1994; Anderson et al., 1997

 

Protègerait les neurones contre une trop forte concentration en Ca2+

+

niveau ARN

niveau protéine

Neurone

Striatum

Hippocampe

Cortex cérébral

Cervelet : cellules de Purkinje

Rami et al., 1989 ; Frantz and Tobin, 1994 ; Klapstein et al., 1998 

Les protéines du cytosquelette sont fortement impliquées dans la croissance axonale et dendritique mais aussi dans la ramification. La régulation de la répartition de la protéine MAP2 et de la production de la protéine Tau participent à ces processus (Benjamin et al., 1988 ; Silva and Rudas, 1990; Aniello et al., 1991a ). Ces protéines agissent comme liant entre les microtubules et le cytosquelette et jouent sur leur plasticité (caceres, 1990 ; Stein et al., 1991a). Leur répartition dans les neurones est spécifique puisque MAP2 est essentiellement localisée dans les dendrites (Bernhardt and Matus, 1984) et que la protéine Tau est localisée dans les axones (Binder et al., 1985 ; Paglini et al., 2000). L’expression de la protéine MAP2 est altérée dans les cellules de Purkinje. Ces neurones présentent un fort marquage de cette protéine et l’hypothyroïdie provoque sa séquestration dans le corps cellulaire au lieu de sa répartition dans les dendrites (Silva and Rudas, 1990). Le marquage axonal de la protéine Tau des cellules granulaires du cervelet est diminué par la T3 (Heisenberg et al., 1992). La maturation post-traductionnelle de ces deux protéines est importante pour l’élongation et la ramification neuritique (Caceres and Kosik, 1990 ; Brandt, 1996 ; Billingsley and Kincaid, 1997 ; Diez-Guerra and Avila, 1995 ; Audesirk et al., 1997 ; Teng et al., 2001). Elles possèdent de nombreux sites de phosphorylation et les HT pourraient réguler cette maturation par le biais de la phosphorylation spécifique d’un ou de plusieurs de ces sites (Lindwall and Cole, 1984 ; Butler and Shelanski, 1986 ; Watanabe et al., 1993 ; Sanchez Martin et al., 1998 ; Gong et al., 2000) .

La co-expression des récepteurs TRα1 et TRβ1 dans la plupart des organes, laisse à penser que leurs fonctions sont redondantes. Mais leur expression différentielle dans certaines régions ou cellules du cerveau ainsi que plusieurs études réalisées in vitro et in vivo, suggérent une action distincte de la part de chaqu’un de ces récepteurs (pour revues : Puymirat, 1992; Brent, 2000; Forrest and Vennstrom, 2000).

L’expression de chaque RT au cours du développement du SNC est très spécifique. Le récepteur TRα1 apparaît dès le 11eme jour de gestation chez le rat et atteint son niveau adulte à la naissance (Strait et al., 1990; Bradley et al., 1992). Il est le récepteur majoritaire durant l’embryogenèse chez le rat. Le récepteur TRβ1 apparaît de façon très limitée au stade embryonnaire (E) 13 mais son expression devient réellement évidente à partir du jour E18. La concentration de l’ARNm de TRβ1 augmente alors de 40 fois entre E18 et le jour postnatal 10, où il atteint son maximum, alors que l’ARNm de TRα1 n’augmente que de 2 fois et redescend ensuite au niveau adulte ( Figure 9). Cette augmentation du taux d’ARN de TRβ1 coïncide avec la montée du niveau de T3 et de T4 circulante. Ce phénomène est retrouvé chez plusieurs espèces (Forrest et al., 1991; Yaoita and Brown, 1990). Ces observations suggèrent un rôle prédominant du récepteur TRβ1 dans le développement postnatal du SNC régi par les HT. Le récepteur TRβ2 est essentiellement localisé dans l’hypothalamus antérieur et jouerait un rôle spécifique dans cette région, notamment sur la production de TRH.

Expression des ARNs dans le cerveau de rat au cours du développement. Corrélation de l’expression du récepteur TRβ1 avec l’augmentation de la concentration en T3 et T4 circulante.

L’expression des récepteurs dans le cervelet est aussi remarquable puisque, en plus d’être régulée au cour du développement de manière différente, elle est cellulaire spécifique (Sherer et al., 1993). Le récepteur TRα1 n’est exprimé que par les cellules granulaires matures (ces neurones en prolifération n’exprimant aucun des TRs), tandis que le récepteur TRβ1 n’est exprimé que par les cellules de Purkinje (Strait et al., 1991; Puymirat et al., 1992b; Bradley et al., 1992). Une étroite collaboration existe entre ces deux types de neurones, mais le rôle précis de chacun est actuellement inconnu.

Il existe peu de régions du cerveau où ces deux récepteurs sont exprimés différentiellement. C’est surtout au cours du développement que l’on retrouve une expression distincte transitoire. Par exemple, les couches médianes du cortex cérébral au jour postnatal 4 expriment fortement TRβ1 et très peu TRα1, et la couche CA3 de l’hippocampe n’exprime que TRα1 dés la naissance (Bradley et al., 1992).

Nous avons déjà vu que les HT influencent la myélinisation en modulant l’expression de certaines protéines essentielles à ce processus. Mais elles induisent aussi la différentiation des oligodendrocytes à partir de leur précurseur type II astrocyte (O-2A ou OP) (Bass and Young, 1973; Baas et al., 1997; Durand and Raff, 2000). Cette différentiation est accompagnée par la disparition du récepteur TRα1 et l’apparition de TRβ1 (Baas et al., 1994 ; Glauser and Barakat Walter, 1997 ; Carre et al., 1998). De plus, la T3 augmente l’expression de ce récepteur en plus d’influencer sa maturation post-transcriptionnelle (Baas et al., 1998). Ces données suggèrent fortement que TRβ1 est impliqué dans la différentiation des oligodendrocytes, TRα1 jouant plutôt un rôle dans l’arrêt de la prolifération, dépendante de la T3.

Des études réalisées in vivo ont montré l’association spécifique de certaines protéines avec les différents récepteurs (Petty, 1995; Huo et al., 1997; Lin et al., 2001; Takeuchi et al., 2002). Ces protéines, parfois spécifique d’un tissu et d’un stade de développement, pourraient être à l’origine des propriétés fonctionnelles caractéristiques de chaque récepteur. Elles pourraient aussi moduler l’activité des récepteurs en corrélation avec le développement du SNC (Lin et al., 1997).

Des données cliniques ont permis de mettre en évidence l’importance de TRβ1 pour certaines fonctions cérébrales. De nombreux patients affectés du syndrome de RTH manifestent des anomalies du comportement, des problèmes d’apprentissage et, dans un quart des cas, un retard mental important (Mixson et al., 1992; Jaffiol et al., 1992; Refetoff et al., 1993; revues récentes :Vlaeminck-Guillem and Wemeau, 1999; Weiss and Refetoff, 2000). Cette maladie se manifeste par une très forte élévation du taux de T3 et de T4 circulantes avec une concentration élevée anormale en TSH. Elle est essentiellement due à une mutation ponctuelle dans le domaine D ou E des récepteurs TRβ. Quatre-vingt dix % des 150 familles identifiées avec ce syndrome sont hétérozygotes pour une des 98 mutations actuellement répertoriées ( Figure 10). Aucune anomalie dans le gène TRα n’est associée à cette maladie ou toute autre maladie affectant le développement. Un patient dépourvu du gène TRβ montre des désordres du système périphérique mais aucun retard mental, à part une altération du système auditif. La sévérité des manifestations cliniques chez les patients RTH est corrélée avec l’effet dominant négatif des mutants TRβ (Hauser et al., 1993). En effet les mutations affectent principalement la liaison de l’hormone avec le récepteur, qui, dans certains cas, est totalement abolie. La cotransfection de ces mutants avec une quantité équimoléculaire du récepteur TRβ1 normal a démontré une action répressive, parfois totale, des mutants sur la transactivation par le récepteur normal (Sakurai et al., 1990; Shuto et al., 1992; Meier et al., 1992; Yen et al., 1995; Tagami and Jameson, 1998). Il semble donc que l’altération des fonctions du récepteur TRβ1 soit non létale mais qu’elle affecte fortement le développement des fonctions cérébrales impliquées dans la coordination motrice, l’apprentissage et la mémorisation.

Trois groupes de mutations se situent dans le domaine charnière et dans le domaine de liaison à l’hormone. La majorité des mutations sont ponctuelles.

De nombreuses études de transfections transitoires ont permis de mettre en évidence quelques différences dans les fonctions de chaque récepteur, notemment dans leurs capacités de dimérisation (Darling et al., 1993; Nishiyama et al., 2000) et d’activation de la transcription (Hollenberg et al., 1995b; Tomura et al., 1995; Langlois et al., 1997; Yang and Privalsky, 2001). Certains TREs semblent plus spécifiques d’un récepteur plutôt qu’un autre comme ceux présents dans les promoteurs des gènes BMP et PCP-2, spécifiquement activés par le récepteur TRβ1 (Strait et al., 1992; Jeannin et al., 1998).

La création d’une lignée permanente de neuroblastomes (N2a) surexprimant le récepteur TRβ1 (N2a-TRβ1) a démontré l’implication de ce récepteur dans l’arrêt de la prolifération et l’initiation de la différentiation neuronale (Lebel et al., 1994). Par contre, aucun effet n’a été observé par surexpression du récepteur TRα1. Notre laboratoire a créé récemment une nouvelle lignée surexprimant le facteur de transcription BTEB (N2a-BTEB ). Ce facteur est régulé par la T3 dans la lignée N2a-TRβ1 mais pas par les N2a-TRα1 (Denver et al., 1999). L’induction de la régulation de BTEB dans les N2a-TRβ1 est très rapide (en moins d’une heure), ce qui suggère un contrôle spécifique direct via TRβ1. De plus, la lignée N2a-BTEB développe une croissance neuritique sans apport de T3, identique à celle de la lignée N2a-TRβ1 après induction par la T3. Contrairement aux N2a-TRβ1 sous induction, il n’y a pas d’arrêt de la prolifération dans les N2a-BTEB. Ces résultats suggèrent une implication possible du facteur BTEB dans la croissance neuritique induite par la T3 via le récepteur TRβ1.

Pour étudier les effets spécifiques des RT sur le développement neuronal, le modèle de culture le plus proche de la réalité reste la culture primaire de neurones. La capacité de liaison des récepteurs à la T3 est identique à celle in vivo (Kolodny et al., 1985; Luo et al., 1986) et les deux récepteurs majoritaires sont exprimés en culture, avec une augmentation de l’expression du récepteur TRβ1 comparable à celle observée in vivo , le 1er jour de culture équivalent au 1er jour du développement postnatal (Puymirat et al., 1992a; Leonard et al., 1994).

La régulation génique par la T3 dans ces cultures donne les mêmes résultats que ceux observés in vivo . On retrouve, par exemple, la même spécificité d’expression du gène TRβ2 dans les neurones du noyau paraventriculaire de l’hypothalamus (producteur de TRH) que in vivo (Lezoualc'h et al., 1992). L’utilisation de cultures primaires de neurones a permis de mieux caractériser des voies de régulation par les HT (Sarkar et al., 1999; Meaney et al., 2000; Banerjee and Chaudhury, 2002) et de définir la spécificité cellulaire de l’expression de certains gènes régulés par la T3 et le type de régulation exercé par cette hormone (Potter et al., 2001).

L’étude de la spécificité de chaque récepteur dans les effets de la T3 sur la croissance neuritique, et plus particulièrement de la ramification ne peut être réalisée qu’en culture primaire de neurones. Ces effets sont actuellement bien établis (Garza et al., 1990; Garza et al., 1988; Barakat-Walter and Riederer, 1996; ). On retrouve d’ailleurs, comme observé in vivo, une régulation par la T3 des protéines du cytosquelette et des neurofilaments (Rahaman et al., 2000) ainsi que des protéines associées (Couchie et al., 1988; Biswas et al., 1997).