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Chapitre 6 Réponse physiologique de semis d’épinette blanche (Picea glauca) et de pin gris (Pinus banksiana) inoculés avec des champignons ECM et exposés à des rejets salins de sables bitumineux

Table des matières

Ce chapitre a pour but de présenter les résultats obtenus sur des semis inoculés exposés à des rejets salins en conditions semi-contrôlées (expérience A) et in situ (expérience B). Ces résultats n’ont fait l’objet d’aucune publication car le stress infligé ne fut pas assez intense ou au contraire trop intense. Bien que mitigés, ces résultats montrent une tendance similaire au comportement des semis évalués au cours des expériences 3 (Chapitre 4) et 4 (Chapitre 5). L’expérience A fut réalisée en serre à partir du même lot de semis et en parallèle de l’expérience 4. Les mêmes combinaisons plante-champignon ont donc pu être exposées à des eaux de rejets consolidés (RC). Les semis d’épinette blanche (Picea glauca (Moench) Voss) et de pin gris (Pinus banksiana Lamb.) produits et inoculés en pépinière commerciale pour l’expérience B ont été plantés sur un sol reconstruit affecté par un excès de sel à Syncrude Canada Ltd. Les semis de pin gris évalués dans l’expérience 3 sont issus du lot produit pour l’expérience B et, de fait, les résultats du terrain peuvent être mis en lien avec les résultats en conditions semi-contrôlées. Tel que décrit dans l’avant-propos du Chapitre 4, les expériences 3 et B ont été planifiés avant d’avoir obtenu les résultats des expériences 2 (Chapitre 3) et 4 (Chapitre 5), ce qui explique pourquoi seule la souche Laccaria bicolor (Maire) Orton UAMH 8232 a été utilisée. L’expérience B a été réalisée afin de faire un suivi de la survie et de la croissance de semis inoculés sur plusieurs années. Elle constitue un premier essai in situ et a permis d’évaluer la réponse des combinaisons épinette blanche – L. bicolor et pin gris – L. bicolor.

Des semis d’épinette blanche (Picea glauca (Moench) Voss) et de pin gris (Pinus banksiana Lamb.) ont été exposés à des eaux de rejets sableux salins afin d’évaluer le potentiel des champignons ECM à réduire le stress et à augmenter la croissance et la survie de leur hôte dans ces conditions. Dans une expérience A conduite en serre, les semis étaient inoculés ou non avec Laccaria bicolor (Maire) Orton UAMH 8232, Hebeloma crustuliniforme (Bull) Quél. UAMH 5247 ou un isolat de Suillus tomentosus (Kauff.) Sing., Snell and Dick provenant du site d’expérimentation salin et relativement sodique de l’expérience B. Ces semis ont été exposés à des eaux de rejets consolidés (RC). Les semis utilisés pour l’expérience B étaient non inoculés ou inoculés avec L. bicolor UAMH 8232 en pépinière avant d’être plantés sur un terrain salin et relativement sodique à Syncrude Canada Ltd. Concernant l’expérience A, la durée d’exposition fut trop brève et le bénéfice de l’inoculation face au stress n’a pu être évalué. Néanmoins, les semis ont montré un comportent semblable aux plants exposés aux faibles concentrations de NaCl des expériences 3 et 4. L’expérience B a permis de constater que les stress multiples rencontrés sur le terrain génèrent des conditions extrêmes. Le taux de survie fut très faible et aucune conclusion fiable n’est possible. Néanmoins, d’après les résultats bruts, l’inoculation a amélioré la survie des semis d’épinette blanche et dans une moindre mesure celle des semis de pin gris.

Au Nord-Est de l’Alberta (Canada), l’exploitation à ciel ouvert et les méthodes d’extraction du pétrole des sables bitumineux génèrent de gros volumes de rejets de sables et d’eaux salines et alcalines. En 1998, la compagnie exploitante Syncrude Canada Ltd. a produit à elle seule 75 million m3 de rejets (Li & Fung 1998). Ces derniers sont déversés dans les fosses épuisées et, une fois stabilisés, les sables sédimentés doivent être réhabilités pour permettre une restauration plus rapide des écosystèmes prévalents. Pour la reconstitution d’un sol à partir de rejets sableux, une couche de matériaux de couverture recouverts d’une couche de matière organique (récoltées pendant le fossoyage) sont épandues en surface (Danielson et al. 1983a, Danielson & Visser 1989, Li & Fung 1998, Fung & Macyk 2000). Les méthodes d’extraction actuelles consistent à traiter les sables bitumineux récoltés avec un mélange sodique à base de soude (NaOH). À ceci, s’ajoutent les sels naturellement associés aux particules sableuses en augmentant d’autant la salinité des eaux de rejets. Celles-ci sont caractérisées par un excès de plusieurs ions, dont (Renault et al. 1999, Franklin et al. 2002a). Ces eaux remplissent la réserve hydrique des sables sédimentés à restaurer. Ces terrains peuvent donc être très salins, sodiques et/ou alcalins. Parmi tous les types de rejets sableux, les rejets composés des particules les plus fines, incluant les argiles, sont les plus difficiles à stabiliser du fait que leur sédimentation est très lente. Pour accélérer ce processus et augmenter la compaction de ce type de rejet, une méthode récemment développée propose d’ajouter un coagulant inorganique (gypse - CaSO4.2H2O) (Li & Fung 1998). Ce nouveau procédé crée des rejets dits « composites » ou « consolidés » (RC) plus salins et plus compacts que d’autres rejets sableux (Li & Fung 1998, Fung & Macyk 2000).

La réhabilitation d’un écosystème à partir de RC est un défi du fait d’une faible fertilité, i.e., déficiences nutritives (e.g., 1 ppm N, 6 ppm P), alcalinité (pHH2O > 8) et salinité (1 à 4 dS m-1 d’après des mesures in situ) élevées (Fung & Macyk 2000). L’excès de sel, et notamment d’ions Na+, limite la croissance et la survie des végétaux (Levitt 1980, Orcutt & Nilsen 2000). En conditions salines ou sodiques, les stress hyperosmotique et hyperionique conduisent à l’assèchement et/ou à l’accumulation excessive d’ions à des niveaux toxiques pour les plantes. Pour s’adapter au déficit osmotique, les glycophytes concentrent le plus souvent des osmolytes dans leurs tissus de façon à faciliter le flux d’eau provoqué par la transpiration stomatique (Levitt 1980, Cheeseman 1988, Munns 1993, Kozlowski 1997, Hasegawa et al. 2000, Zhu 2001, 2002). À cet effet, si le Na+ est absorbé, il doit être compartimenté hors du cytoplasme, le plus souvent dans les vacuoles, pour éviter les effets toxiques. Pour que les ions en excès soient contenus dans la vacuole, des osmolytes compatibles avec les activités métaboliques, inorganiques (e.g., K+) et organiques (e.g., protéines et sucres) sont accumulés en compensation (Yeo 1983, Niu et al. 1995, 1997, Bohnert & Shen 1999, Hasegawa et al. 2000). Si le potentiel de compartimentation est atteint, la concentration excessive de Na+ dans les compartiments métaboliquement actifs provoque l’altération de l’activivité phyto-hormonale et enzymatique, l’altération du métabolisme nucléique et protéique, la perte d’intégrité membranaire et la réduction des capacités photosynthétiques (Munns 1993, Kozlowski 1997, Neumann 1997, Hasegawa et al. 2000, Mansour & Salama 2004).

Par ailleurs, certaines composantes de la communauté microbienne du sol essentiels à la croissance et à la survie des plantes sont absents des RC de même que d’autres types de rejets sableux et déblais miniers (Danielson et al. 1983b, Abbott & Robson 1991, Bellgard 1993, Malajczuck et al. 1994, Pfleger et al. 1994, Gould et al. 1996, Bois et al. 2005d). Une de ces composantes, les champignons ectomycorhiziens (ECM), joue un rôle majeur dans la dynamique et la productivité des écosystèmes (van der Heijden et al. 1998, Baxter & Dighton 2001, Dahlberg 2001, Jonsson et al. 2001, Leake 2001, Read et al. 2004). Dans la forêt boréale, les racines fines des conifères sont en grande majorité colonisées par des mycobiotes ECM (Read et al. 2004). La symbiose entre ces deux organismes est en principe mutualiste (Egger & Hibbett 2004) : le champignon améliore l’alimentation minérale (e.g., N et P) (Marschner & Dell 1994, Read et al. 2004) et en retour la plante fournit le C essentiel à la croissance et à l’accomplissement du cycle de vie du champignon (Smith & Read 1997). De plus, le mycélium, étant à l’interface entre l’hôte et son environnement édaphique, agit comme organe tampon capable de limiter les effets négatifs de nombreux stress biotiques et abiotiques, e.g., excès de métaux lourds (Kottke 1992, Jentschke & Goldbold 2000), sécheresse (Dosskey et al. 1991, Lamhamedi et al. 1992). Bien que les basidiomycètes soient considérés comme des champignons intolérants aux excès de sel (Tresner & Hayes 1971), les résultats d’expériences in vitro indiquent que des souches de champignons ECM, comme Pisolithus tinctorius (Mich. : Pers.) Coker & Couch. (Chen et al. 2001a), Hebeloma crustuliniforme (Bull) Quél., Laccaria bicolor (Maire) Orton et Suillus tomentosus (Kauff.) Sing., Snell and Dick peuvent résister à des concentrations en NaCl supérieures à 200 mM NaCl (Kernaghan et al. 2002, Bois et al. 2005a). Certaines souches ont ainsi amélioré la résistance ou la stratégie d’adaptation au stress sodique de leur hôte : e.g., épinette blanche (Picea glauca (Moench) Voss), pin gris (Pinus banksiana Lamb.), pin à encens (Pinus taeda L.) (Dixon et al. 1993, Mushin & Zwiazek 2002, Bois et al. 2005c).

Augmenter la résistance au stress salin et/ou sodique des semis de pépinière est du plus grand intérêt pour la végétalisation de terrains perturbés tels que les sols reconstruits à partir de rejets sableux issus de l’exploitation des sables bitumineux. Ceci peut être obtenu par l’inoculation des semis avec des souches de champignons ECM (Kropp & Langlois 1990, Read 1991, Malajczuk et al. 1994). Deux expériences, A et B, sont présentées pour valider cette suggestion. L’expérience A teste l’hypothèse que l’inoculation de semis de pin gris et d’épinette blanche avec des souches sélectionnées de H. crustuliniforme, de L. bicolor et de S. tomentosus améliore la croissance et réduit les stress provoqués par l’exposition à des eaux de RC. Ces stress sont multiples et indissociables, entre autres, la toxicité de résidus d’hydrocarbures, l’alcalinité, la salinité et la sodicité. Il n’est donc pas réaliste de chercher à obtenir une explication exhaustive des processus physiologiques impliqués dans la réponse d’adaptation. Par contre, il est possible de relever des indicateurs physiologiques caractéristiques du stress salin lequel, on le suppose, demeure le stress dominant. Parmi ces indicateurs, une esquisse de la réponse d’adaptation à l’échelle de la plante entière peut être obtenue en évaluant la croissance, l’activité photosynthétique et l’accumulation de minéraux et d’osmolytes organiques des semis. L’expérience A fait suite aux travaux de Bois et al. (2005b) (Chapitre 5). L’expérience B est une étude in situ sur la croissance et la survie de semis de pépinière d’épinette blanche et de pin gris préalablement inoculés avec le champignon L. bicolor. Cette expérience fait suite aux travaux de Bois et al. (2005c) (Chapitre 4).

Expérience A - Les semis utilisés sont issus du même lot de semis produits pour l’expérience de Bois et al. (2005b) (Chapitre 5). Ainsi, la production des inocula (L. bicolor UAMH 8232, H. crustuliniforme UAMH 5247 et un isolat de S. tomentosus provenant d’un terrain sodique de Syncrude Canada Ltd.), leur inoculation sur les semis d’épinette blanche et de pin gris et la production de ces semis ont été réalisées suivant la méthode décrite dans Bois et al. (2005b). Les espèces végétales hôtes utilisées sont issues de sources de graines (fournies par l’« Alberta Tree Improvement and Seed Center, Smoky Lake », AB, Canada) sélectionnées pour leur résistance à la salinité (Khasa et al. 2002). Après 21 semaines de croissance en serre, les semis ont été transférés dans une chambre de croissance pour simuler des conditions automnales et hivernales et permettre leur entrée en dormance.

Expérience B - Les semis utilisés sont issus du même lot produit pour l’expérience de Bois et al. (2005c) (Chapitre 4). Ainsi, la production de l’inoculum de L. bicolor UAMH 8232, son inoculation sur des semis d’épinette blanche et de pin gris et la production de ces semis ont été réalisées suivant la méthode décrite par Bois et al. (2005c). Les espèces végétales hôtes utilisées sont issues de sources de graines (fournies par l’« Alberta Tree Improvement and Seed Center, Smoky Lake », AB, Canada) sélectionnées pour leur résistance à la salinité (Khasa et al. 2002). L’inoculation et l’ensemencement du substrat de croissance ont été effectués en janvier 2002. En juin 2002, la hauteur de 60 semis de chacune des espèces, inoculés et non inoculés, a été mesurée et dix semis (de chaque traitement d’inoculation) ont été récoltés pour évaluer la matière sèche (après trois jours à 65ºC) des parties aériennes et racinaires. Après huit mois de croissance en pépinière, en septembre 2002, les semis inoculés et témoins ont été plantés sur un terrain salin et relativement sodique de la compagnie Syncrude Canada Ltd.

Expérience A - Après 6 semaines en dormance à 4ºC, les semis ont été transplantés dans des tubes PVC (10 × 20 mm, D × H) contenant le même substrat déjà utilisé pour la croissance des semis : un mélange de Sable:Turface®:Tourbe:Perlite (S:T:To:P) (v:v:v:v, 16:16:1,2:1,75). La face inférieure des tubes PVC était fermée par de la toile de moustiquaire. Lors de la transplantation, une attention particulière a été portée pour garder intact la masse de substrat dans lequel les racines et le réseau mycélien s’étaient développés. Une fois transplantés, les semis ont été placés en serre dans des conditions de photopériode longue pour briser la dormance (30-40 % HR, 6/18 h nuit/jour, 18-23ºC nuit/jour) et ont été fertirrigués chaque semaine par immersion (15 min) dans une solution de 20-8-20r (Plant Prod Québec, Laval, QC, Canada) à 0,5 g l-1. Après deux semaines, les tubes PVC ont été insérés dans 1 l de RC dans un contenant de 2,5 l (Figure 6.1). Les RC entourant la base du tube ont été couverts d’un paillis plastique noir (limitant l’évaporation) pour favoriser les remontées capillaires à travers la colonne de sol où se développaient les semis. Chaque semaine, 300 ml d’eau de RC (pHH2O : 8, EC : 3,25 dS m-1, 51,5 mM Na+, 30,3 mM Cl-, 0,05 mM K+, 7,4 mM Ca2+) ont été apportés au niveau des RC ; suite à l’évapotranspiration, les sels peuvent ainsi s’accumuler dans la zone de croissance racinaire. Les semis sont distribués selon un dispositif en blocs complets entièrement aléatoires. Dans chaque bloc (quatre au total), on retrouve huit unités expérimentales (chacune étant représentée par un semis) correspondant aux combinaisons des deux espèces hôtes et des quatre niveaux d’inoculation (Figure 6.1). Pour effectuer les mesures du potentiel hydrique de semis adaptés à l’obscurité, un répliquât de l’expérience a été réalisé simultanément.

Expérience B – Deux parcelles expérimentales, 1 et 2, ont été établies sur un vaste champ de sable de rejets (pente : 2,4 %). Le terrain amendé un an auparavant a été labouré pour dégager les herbes colonisatrices préalablement à la transplantation des semis. Ces derniers ont été distribués aléatoirement selon un dispositif en tiroir : le facteur inoculation (deux niveaux) en sous-parcelle et le facteur espèce hôte (deux niveaux) en parcelle principale, le tout répété sur 12 blocs orientés perpendiculairement à la pente pour chaque parcelle. Le blocage permettait notamment d’isoler le gradient d’amendement dû à l’érosion hydrique suivant lequel la couche de matière organique augmente en progressant vers le bas de pente. Au total, 480 semis d’épinette blanche et de pin gris, inoculés ou non, ont été plantés sur chacune des parcelles expérimentales et 92 ont été disposés sur les pourtours comme zone tampon (Figure 6.2). Chaque unité expérimentale était constituée de dix semis.

La flèche indique l’orientation de la pente ; EP : épinette blanche ; PG : pin gris ; I : inoculé ; NI : non inoculé.

Expérience A - La hauteur de tige des semis a été mesurée avant l’expérience et au moment de la récolte, après 28 jours d’exposition aux eaux de RC. Le taux de croissance absolue (TCA) (ou élongation journalière de la tige) a été déterminé suivant la formule :

(hTf - hTd)/dt

où hTf correspond à la hauteur au moment de la récolte, hTd à la hauteur au début de l’expérience, et dt au nombre de jours écoulés entre les deux mesures. Des mesures de fluorescence de la chlorophylle a (i.e., F v/F m et ΦPSII) ont également été effectuées sur les plantes entières à l’aide d’un fluoromètre (modèle PAM-2000, Heinz Walz GmbH, Effeltrich, Allemagne). Le détail de ces mesures est conforme à la méthode présentée par Bois et al. (2005b). Pour la mesure du potentiel hydrique, les semis de l’expérience dupliquée ont été placés à l’obscurité dans une pièce ventilée le soir précédant la récolte. La mesure a ensuite été effectuée avec une chambre à pression Scholander (PMS Instrument Co., Corvallis, OR, USA) sur les semis excisés juste au-dessus du collet.

Par la suite, les semis ont été récoltés et la masse fraîche (MF) des parties aériennes et racinaires évaluées. Des sous-échantillons frais ont été collectés pour évaluer la colonisation racinaire par les champignons inoculés et pour mesurer la composition en osmolytes organiques, i.e., proline, saccharose, glucose, fructose, raffinose, stachyose, pinitol, mannitol et glycerol, des tissus des parties aériennes et racinaires. Les parties aériennes et racinaires ont ensuite été séchées au four à 65ºC pour les mesures de masse sèche (MS). Le pourcentage d’eau contenue dans les tissus frais a été déterminé à l’aide de la formule suivante : (MF-MS)/MF. Les échantillons ont ensuite été broyés pour évaluer la composition en Na, K et Ca. Les mesures de biomasse, de colonisation racinaire et de composition des tissus en osmolytes organiques et inorganiques ont été effectuées d’après les méthodes décrites par Bois et al. (2005b, c). La salinité (conductivité électrique (CE1:5)) et la sodicité (ratio d’absorption du sodium (SAR1:5)) du substrat de croissance ont été évaluées sur des échantillons récoltés en même temps que les racines.

Expérience B – En juin, juillet et août 2003, la croissance de la cime et la survie ont été évaluées sur l’ensemble des semis de chacune des parcelles. Au mois de juillet 2003, huit échantillons de sol ont été récoltés en surface (20 cm) sur l’ensemble du terrain pour déterminer la salinité (CE1:5) et la sodicité (SAR1:5) du sol reconstruit (Kalra & Maynard 1992).

Expérience A - Une analyse de variance (ANOVA) à deux voies a été utilisée pour évaluer les différences physiologiques entre les espèces hôtes en réponse aux traitements d’inoculation. Les effets principaux et les effets d’interaction ont été évalués avec la procédure GLM du logiciel SAS (SAS system v 9.1, The SAS Institute, Cary, NC, USA) suivant le modèle (Steel et al., 1997) :

yijk = µ + τi + βj + (τβ) ij + δk + εijk

yijk est la variable réponse, µ est la moyenne, τi est l’effet du ième niveau du traitement "espèce hôte", βj est l’effet du jème niveau du traitement "inoculation", (τβ) ij représente l’interaction entre les deux variables indépendantes, δk est l’effet du kème bloc, et εijk est le terme d’erreur ((τδ) ik + (βδ) jk + (τβδ) ijk ). Cette analyse fut complétée par une analyse de contrastes entre les traitements d’inoculation. Les contrastes utilisés sont similaires à ceux de l’expérience de Bois et al. (2005b) : plantes témoins vs plantes inoculées (C1) ; H. crustuliniforme vs L. bicolor et S. tomentosus (C2) ; L. bicolor vs S. tomentosus (C3).

Expérience B – Pour les résultats de croissance en pépinière, un test de t a été effectué avec la procédure TTEST du logiciel SAS (SAS system v 9.1, The SAS Institute, Cary, NC, USA) sur les variables de croissance enregistrées pour chaque espèce végétale. Étant donné le taux de mortalité survenue après la plantation des semis sur le terrain (voir 6.5 Résultats), les analyses statistiques n’ont pu être effectuées tel que prévu initialement pour évaluer l’effet de l’inoculation sur la croissance et la survie de ces semis.

Le stress produit dans l’expérience A fut de trop courte durée alors que les stress subi par les semis de l’expérience B furent trop intenses. De ce fait, les points 6.5.1 , 6.5.2 , 6.5.3 et 6.5.4 décrivent les résultats des analyses obtenues de l’expérience A et le point 6.5.5 rassemble l’ensemble des résultats (très limités) de l’expérience B.

Les semis d’épinette blanche ont montré une croissance en hauteur (TCA = 0,9 mm j-1) trois fois supérieure au pin gris (TCA = 0,3 mm j-1) (P < 0,001) (données non présentées). Les semis d’épinette blanche inoculés avec du L. bicolor ont montré la croissance apicale la plus élevée alors que les pins gris inoculés avec S. tomentosus présentaient la croissance la plus basse (P < 0,05). Inversement, les semis de pin gris ont montré une biomasse significativement plus élevée que les semis d’épinette blanche (P < 0,001). L’inoculation a provoqué une augmentation significative de la production de biomasse aérienne et souterraine chez les deux espèces (P < 0,001) (Figure 6.3, Tableau 6.2). Les semis d’épinette blanche peuvent être classés par ordre croissant de production de biomasse : témoin non inoculé < H. crustuliniformeL. bicolor < S. tomentosus (P < 0,05). Les semis d’épinette blanche inoculés avec H. crustiliniforme ont présenté une biomasse aérienne plus élevée que la biomasse racinaire. Ces semis étaient significativement plus petits que les autres semis d’épinette blanche inoculés et, par contraste, les semis de pin gris inoculés ont présenté peu de différence entre eux (P < 0,05). Ces derniers ont tous démontré une biomasse racinaire plus élevée que la biomasse aérienne contrairement aux semis témoins (P < 0,001).

Photochimie – Aucun stress n’a été détecté avec la mesure du ratio F v:F m (proche de 0,8) chez les deux espèces hôtes, inoculées ou non (données non présentées) ainsi qu’aucune différence entre leur valeur de ΦPSII.

Sodium, Potassium et Calcium – Aucune différence n’a été détectée entre les différents traitements d’inoculation au niveau du contenu en Na (3,5 % dans la partie aérienne et 7,6 % dans les parties racinaires) et des ratios Na/K et Na/Ca dans les tissus (données non présentées). Néanmoins, les semis de pin gris ont montré des valeurs de ratio cime/racine en termes de contenu en Na dans les tissus supérieures à celles des semis d’épinette blanche (P < 0,05). Le ratio Na/K était significativement supérieur dans les racines par comparaison aux parties aériennes et supérieur dans les tissus de pin gris par rapport à ceux de l’épinette blanche (P < 0,001). Le ratio Na/Ca était significativement supérieur dans les racines par comparaison aux parties aériennes des semis d’épinette blanche, mais aucune différence n’a été observée entre les semis de pin gris (P < 0,001) (données non présentées).

Proline – Aucune différence significative n’a été détectée quant à la concentration en proline des tissus (entre 300 et 600 µg mg-1 DM, données non présentées).

Sucres – Les deux espèces hôtes ont présenté des valeurs similaires de concentration des sucres totaux dans leurs tissus. Ces valeurs étaient supérieures dans les parties aériennes (5,1 % DM) par comparaison aux parties racinaires (2,3 % DM) (Figure 6.4, Tableau 6.2). Les champignons L. bicolor et H. crustuliniforme ont induit les plus faibles niveaux de concentration en sucres dans les racines des pins gris inoculés. Inversement, les semis d’épinette blanche inoculés avec L. bicolor et S. tomentosus ont présenté les valeurs de concentration en sucres les plus élevées dans les parties aériennes et racinaires, respectivement (P < 0,05).

Tous les sucres sauf le glycérol ont montré une différence significative de concentration entre les parties racinaires et aériennes : le glucose, le fructose, le pinitol et le mannitol ont été préférentiellement concentrés dans les parties aériennes alors que le saccharose, le raffinose et le stachyose ont été préférentiellement concentrés dans les parties racinaires (P < 0,001) (données non présentées). Le fructose, le glucose et le pinitol étaient les sucres dominants avec un contenu supérieur à 2 % DM. Le saccharose et le glycerol n’ont pas dépassé une concentration supérieure à 1 % DM, et les autres sucres étaient proches de 0,1 % DM. Le fructose et le glucose étaient les sucres dominants dans les tissus d’épinette blanche alors que les tissus de pin gris étaient caractérisés par une dominance du pinitol. Les traitements d’inoculation n’ont pas provoqué de différence au niveau de l’accumulation du fructose, du pinitol et du raffinose. Les semis d’épinette blanche inoculés avec L. bicolor ont montré la plus forte concentration de glucose dans leur partie aérienne alors que les semis d’épinette blanche inoculés avec S. tomentosus ont présenté la plus forte concentration de glucose dans les tissus racinaires (P < 0,05) (Figure 6.5, Tableau 6.2).

L’isolat de S. tomentosus a également induit la concentration de saccharose la plus élevée dans les parties racinaires chez les deux espèces hôtes (P < 0,05) (Figure 6.6, Tableau 6.2). Le champignon L. bicolor a induit la plus forte accumulation de glycérol dans les parties aériennes des semis d’épinette blanche et S. tomentosus a provoqué une augmentation significative du contenu en glycérol dans les parties aériennes et racinaires des semis de pin gris (P < 0.05) (Figure 6.7, Tableau 6.2).

Les semis des deux espèces hôtes inoculés avec H. crustuliniforme et les semis de pin gris inoculés avec L. bicolor ont accumulé davantage de mannitol dans leur partie aérienne (P < 0,05) (données non présentées). Les semis témoins d’épinette blanche possédaient significativement moins de stachyose dans leur partie racinaire que les plantes inoculées et inversement pour les semis témoins de pin gris (P < 0,05) (données non présentées). Aucune influence sur la concentration en raffinose n’a été détectée entre les traitements d’inoculation.

Après six mois de croissance en pépinière, les semis d’épinette blanche inoculés ont montré une accumulation de biomasse sèche significativement (P < 0,05) supérieure aux semis non inoculés (données non présentées). Les semis de pin gris inoculés ont montré des valeurs de biomasse racinaire significativement (P < 0,05) inférieures aux semis non inoculés. À ce stade de croissance, aucune différence significative n’a été détectée entre les traitements concernant la hauteur de cime, et ce, chez les deux espèces hôtes.

Sur le terrain, le sol reconstruit présentait une sodicité moyenne avec un SAR1:5 de 8 et une salinité élevée avec une CE1:5 de 1,1 dS m-1. Par ailleurs, il est intéressant de noter que K+ était en faible proportion par rapport aux autres cations, constituant à peine 0,8 % de la somme des cations (Na, K, Ca, Mg, données non présentées). Une grande proportion des semis est morte sur chacune des deux parcelles expérimentales, les pertes étant plus élevées (100 %) dans les blocs du haut de pente. Un plus grand nombre de semis d’épinette blanche ont survécu sur les deux parcelles comparativement aux semis de pin gris (Tableau 6.3). La survie des semis d’épinette blanche a été augmentée par l’inoculation sur les deux parcelles alors que cette amélioration n’a été observée que sur la parcelle 1 pour les semis de pin gris (Tableau 6.3).

La CE1:5 du substrat de croissance, le potentiel hydrique au collet et le niveau d’accumulation de Na+ dans les cimes et racines obtenus dans cette expérience étaient comparables à ces mêmes paramètres observés dans deux expériences réalisées par Bois et al. (2005b,c) pour des semis exposés à une solution de NaCl de l’ordre de 50 mM. Néanmoins, dans la présente expérience, le SAR1:5 du substrat était de 16, alors que dans les expériences de Bois et al. (2005b,c) le SAR1:5 situait entre 12 et 13. Cette forte augmentation de la sodicité a pu être observée en conséquence de la composition saline dominée par le Na+ des eaux de RC utilisées dans cette expérience. Toutefois, l’accumulation des sels dans le substrat de croissance s’est fait progressivement, ce qui expliquerait le moindre stress des semis. En effet, aucune perturbation photochimique (F v/F m et ΦPSII), ni aucune augmentation significative de proline, n’a été détectée sur les semis exposés aux RC, qu’ils soient inoculés ou non. Premièrement, le choc d’exposition était moins intense dans cette expérience que dans les expériences de Bois et al. (2005b,c). Deuxièmement, les semis ont été ainsi exposés moins de temps à un niveau de sodicité élevé, soit un SAR1:5 supérieur à 10. L’intensité du stress d’exposition aux RC fut donc insuffisante (ou l’exposition trop brève pour cette intensité) pour provoquer une réponse physiologique significative.

En se basant seulement sur les résultats de l’expérience A, il est difficile de conclure sur l’efficacité des traitements d’inoculation pour réduire le stress des semis exposés à des eaux de RC. Néanmoins, on retrouve des similarités avec les résultats obtenus dans les expériences de Bois et al. (2005b,c). En effet, les semis des deux espèces hôtes inoculés avec L. bicolor et S. tomentosus ont montré la plus forte croissance et, comme dans l’expérience de Bois et al. (2005b), le champignon H. crustuliniforme a favorisé la croissance aérienne par rapport aux racines. De plus, aucune différence marquante quant à la réponse biochimique des semis n’a été observée entre le traitement de 50 mM NaCl (Bois et al. 2005b) et le traitement avec des eaux de RC appliqué dans l’expérience A. Si les tendances de la réponse sont effectivement similaires, alors les semis inoculés ont un potentiel de résistance au stress sodique plus élevé que les semis non-inoculés.

Les résultats de l’expérience A suggère que les réponses physiologiques enregistrées sur des semis d’épinette blanche et de pin gris inoculés ou non et exposés à différentes concentrations de NaCl (Bois et al. 2005b,c) peuvent être étendues à des conditions sodiques générées à partir d’eaux de RC.

Dans l’expérience B, les terrains en pente ont montré une tendance marquée à l’érosion. La matière organique épandue en haut de pente a ainsi été transportée vers le bas de pente. Cette tendance était visible au moment de la plantation et s’est accentuée au printemps qui a suivi. Ce processus peut expliquer en partie le gradient croissant de survie observé du haut vers le bas de la pente. En complément de la salinité et de la sodicité du terrain, plusieurs autres stress peuvent être à l’origine de la forte mortalité des semis. Le manque d’eau visible (sol craquelé) en juin et en juillet était possiblement le stress dominant et il était visiblement plus important en haut de pente qu’en bas de pente. Les semis ont pu être exposés alors à de forts excès de Na+ provoqués par l’assèchement du sol. À l’inverse, les mouillères qui se sont formées sporadiquement étaient un autre facteur de mortalité évident. La tourbe étant facilement érodée, la couche de mort-terrain (argile lourd) sous-jacente est facilement mise à nue et crée des zones imperméables retenant les eaux de pluies.

Dans ces conditions, l’épinette blanche s’est montrée l’espèce la plus résistante aux multiples stress rencontrés sur le terrain. L’inoculation a influencé favorablement cette espèce en termes de survie et de croissance (en pépinière). Par contre, l’inoculation de semis de pin gris a montré des résultats contrastés entre les deux parcelles : sur la parcelle 1, le taux de survie a gagné 10 % relativement aux semis non inoculés et inversement sur la parcelle 2. Ceci indique une différence de conditions de croissance entre les deux parcelles. Comme il a été démontré dans l’expérience de Bois et al. (2005c), L. bicolor peut influencer positivement ou négativement le développement du pin gris selon le niveau de stress (i.e., sodicité).

Malgré ces résultats ambigüs, l’inoculation s’est avérée bénéfique (i.e., augmentation de la croissance et de la production d’osmolytes) sur les semis d’épinette blanche et de pin gris exposés à des eaux de RC ou à des conditions salines et sodiques in situ. L’expérience A suggère que les réponses physiologiques enregistrées sur des semis d’épinette blanche et de pin gris inoculés ou non et exposés à différentes concentrations de NaCl (Bois et al. 2005b,c) peuvent être étendues à des conditions sodiques générées à partir d’eaux de RC. L’expérience B indique que l’inoculation de semis d’épinette blanche avec la souche L. bicolor UAMH 8232 a augmenté la survie tout comme pour les semis de pin gris sur la parcelle 1. Ces résultats suggèrent que les réponses obtenues en serre peuvent être reproduites sur le terrain mais la confirmation des bienfaits de l’inoculation avec des champignons ECM de semis de pépinière ne pourra être obtenu que par un suivi au long terme in situ ainsi qu’avec de meilleures conditions de reprise à la plantation.

Cette recherche a été financée par Syncrude Canada Ltd. et le CRSNG (CRDPJ 250448-01 pour D.P.Khasa). Nous tenons à remercier Alexis Guérin-Laguette pour son appui pour l’inoculation des champignons ECM, Yves Dubuc pour son aide dans les mesures physiologiques, Lucette Chouinard et Pierre Lechasseur pour les analyses biochimiques, Alain Brousseau pour les analyses minérales, et Michèle Bernier-Cardou pour les conseils statistiques. Nous souhaitons remercier également Jean-Luc Jany pour son aide dans la résolution de problèmes scientifiques ainsi que dans la préparation du manuscript, Erin Bergrand et Claude Fortin pour leur aide technique et leurs conseils.

© Gregory Bois, 2005